Nairovirus de la fiebre hemorrágica de Crimea-Congo

Diferentes especies del género:

Nairovirus de Dugbe, Nairovirus de Hazara, Nairovirus de la enfermedad de Nairobi (ovinos/caprinos), Otros nairovirus de patogenicidad conocida

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Sinónimos:

VFHCC y CCHFV

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Última modificación: 15/11/2023

El Nairovirus de la fiebre hemorrágica de Crimea-Congo (VFHCC) pertenece al género Ortonairovirus, familia Nairoviridae y orden Bunyavirales.

Es un virus esférico, de 85 a 105 nm de diámetro, envuelto por una bicapa lipídica. Tiene un ARN de cadena simple y sentido negativo, con un tamaño de genoma de aproximadamente 19kb, fragmentado en tres segmentos: el segmento pequeño (S) codifica la proteína de la nucleocápside, el segmento mediano (M) codifica las glicoproteínas de la envuelta, y el segmento grande (L) codifica la ARN polimerasa dependiente de ARN del virus (3).

Tiene gran capacidad de reordenamiento genético y, por tanto, de recombinación genética, lo que aumenta la diversidad de su genoma, especialmente en áreas endémicas donde circulan varias variantes del virus al mismo tiempo (16). Actualmente existen nueve genotipos distintos del VFHCC (14).

Reservorio

Principalmente las garrapatas del género Hyalomma, que son a la vez vector y reservorio principal.

En España, las principales especies establecidas son H. marginatum y H. lusitanicum (2).

También se ha encontrado en otras especies, tanto de la familia Ixodidae (garrapatas duras) como Argasidae (garrapatas blandas) (16).

La circulación del virus se mantiene entre la población de garrapatas del género Hyalomma y los pequeños vertebrados (liebres, erizos y ratones), que actúan como hospedadores amplificadores.

Hospedadores

Humanos. Parecen ser los únicos hospedadores que manifiestan síntomas de la enfermedad.

Numerosos mamíferos domésticos y silvestres, incluyendo ganado, ovejas, cabras, liebres, erizos y ratones.

Hay evidencia serológica de exposición en muchas otras especies, como caballos, burros, camellos, búfalos de agua, perros, zorros, ginetas, rinocerontes, jirafas, varios roedores, murciélagos e incluso reptiles (16).

Dosis Infectiva Mínima (DIM)

La infección natural ocurre tras una única picadura de garrapata. La dosis infecciosa no se ha determinado, aunque existen experimentos de laboratorio con primates no humanos que desarrollaron la infección tras la inoculación de diferentes volúmenes (8).

Supervivencia ambiental

Hay poca evidencia acerca de la estabilidad ambiental del VFHCC, aunque se han realizado algunos experimentos sobre su supervivencia en distintos medios:

En condiciones húmedas (un medio esencial mínimo libre de células) se ha observado una fuerte correlación entre la temperatura y la estabilidad: a mayor temperatura, menor supervivencia del virus. A 37 ºC permaneció infeccioso durante al menos 7 horas; a 20 ºC, durante 11 días; y a 4 ºC durante al menos 15 días.

En condiciones secas, es decir, colocando la suspensión sobre una campana y dejándola secar, no se detectaron virus infecciosos pasadas 24 horas (11).

Formas de resistencia

No presenta formas de resistencia.

Mecanismo de propagación y transmisión

La transmisión de animales a los humanos (zoonosis) se produce principalmente a través de picadura o manipulación de una garrapata infectada, o por el contacto con sangre o tejidos de animales infectados (6) (16).

La transmisión de persona a persona se produce por contacto con fluidos corporales de pacientes infectados o contacto con fómites contaminados (ropa, sábanas), a través de heridas o lesiones en la piel. Son frecuentes los brotes y la transmisión nosocomial en el personal sanitario (10) (13).

La transmisión por vía aérea no es común, aunque se ha reportado en algunos casos por procedimientos médicos en los que se generan grandes cantidades de bioaerosoles (15).

También es posible la transmisión vertical de madre a hijo, tanto intrauterina como perinatal, aunque en los casos estudiados no se ha detectado en la leche materna (5) (6).

Vías de entrada

Aérea. Mucosas. Percutánea.

Distribución geográfica

La distribución del virus coincide con la distribución de la garrapata del género Hyalomma. Está ampliamente distribuida en África, Asia, Oriente Medio y zona sur y este de Europa. En España se conoce la circulación del virus desde 2010. Se han detectado casos en humanos en Extremadura y Castilla y León, aunque estudios de seroprevalencia en animales salvajes demuestra su circulación en casi todo el país (2) (20).

Clasificación Nacional de Actividades Económicas (CNAE)

Tabla de actividades según la Clasificación Nacional de Actividades Económicas (CNAE)
CNAE 2009 Descripción
A0111 Cultivo de cereales (excepto arroz), leguminosas y semillas oleaginosas
A0113 Cultivo de hortalizas, raíces y tubérculos
A0119 Otros cultivos no perennes
A0121 Cultivo de la vid
A0124 Cultivo de frutos con hueso y pepitas
A0125 Cultivo de otros árboles y arbustos frutales y frutos secos
A0126 Cultivo de frutos oleaginosos
A0129 Otros cultivos perennes
A0141 Explotación de ganado bovino para la producción de leche
A0142 Explotación de otro ganado bovino y búfalos
A0143 Explotación de caballos y otros equinos
A0145 Explotación de ganado ovino y caprino
A0146 Explotación de ganado porcino
A0147 Avicultura
A0149 Otras explotaciones de ganado
A0150 Producción agrícola combinada con la producción ganadera
A0161 Actividades de apoyo a la agricultura
A0162 Actividades de apoyo a la ganadería
A0170 Caza, captura de animales y servicios relacionados con las mismas
A0210 Silvicultura y otras actividades forestales
A0220 Explotación de la madera
A0230 Recolección de productos silvestres, excepto madera
A0240 Servicios de apoyo a la silvicultura
C1011 Procesado y conservación de carne
C1091 Fabricación de productos para la alimentación de animales de granja
C1092 Fabricación de productos para la alimentación de animales de compañía
C1310 Preparación e hilado de fibras textiles
C1511 Preparación, curtido y acabado del cuero; preparación y teñido de pieles
I5530 Campings y aparcamientos para caravanas
M7211 Investigación y desarrollo experimental en biotecnología
M7219 Otra investigación y desarrollo experimental en ciencias naturales y técnicas
M7500 Actividades veterinarias
N8130 Actividades de jardinería
O8424 Orden público y seguridad
O8425 Protección civil
Q8610 Actividades hospitalarias
Q8621 Actividades de medicina general
Q8622 Actividades de medicina especializada
Q8623 Actividades odontológicas
Q8690 Otras actividades sanitarias
R9104 Actividades de los jardines botánicos, parques zoológicos y reservas naturales
S9603 Pompas fúnebres y actividades relacionadas

Clasificación Nacional de Ocupaciones (CNO)

Tabla de ocupaciones según la Clasificación Nacional de Ocupaciones (CNO)
CNO 2011 Descripción
2111 Médicos de familia
2112 Otros médicos especialistas
2121 Enfermeros no especializados
2122 Enfermeros especializados (excepto matronos)
2130 Veterinarios
2151 Odontólogos y estomatólogos
2421 Biólogos, botánicos, zoólogos y afines
2423 Ingenieros de montes
2425 Ingenieros técnicos forestales y del medio natural
3141 Técnicos en ciencias biológicas (excepto en áreas sanitarias)
3143 Técnicos forestales y del medio natural
3313 Técnicos en anatomía patológica y citología
3314 Técnicos en laboratorio de diagnóstico clínico
3321 Técnicos superiores en higiene bucodental
3327 Ayudantes de veterinaria
3724 Monitores de actividades recreativas y de entretenimiento
5611 Auxiliares de enfermería hospitalaria
5612 Auxiliares de enfermería de atención primaria
5622 Técnicos de emergencias sanitarias
5892 Empleados de pompas fúnebres y embalsamadores
5893 Cuidadores de animales y adiestradores
5910 Guardias civiles
5921 Policías nacionales
5922 Policías autonómicos
5923 Policías locales
5931 Bomberos (excepto forestales)
5932 Bomberos forestales
5991 Vigilantes de prisiones
5993 Agentes forestales y medioambientales
6110 Trabajadores cualificados en actividades agrícolas (excepto en huertas, invernaderos, viveros y jardines)
6120 Trabajadores cualificados en huertas, invernaderos, viveros y jardines
6201 Trabajadores cualificados en actividades ganaderas de vacuno
6202 Trabajadores cualificados en actividades ganaderas de ovino y caprino
6203 Trabajadores cualificados en actividades ganaderas de porcino
6205 Trabajadores cualificados en la avicultura y la cunicultura
6209 Trabajadores cualificados en actividades ganaderas no clasificados bajo otros epígrafes
6300 Trabajadores cualificados en actividades agropecuarias mixtas
6410 Trabajadores cualificados en actividades forestales y del medio natural
6430 Trabajadores cualificados en actividades cinegéticas
7618 Artesanos en tejidos, cueros y materiales similares, preparadores de fibra y tejedores con telares artesanos o de tejidos de punto y afines
7701 Matarifes y trabajadores de las industrias cárnicas
7836 Curtidores y preparadores de pieles
7894 Fumigadores y otros controladores de plagas y malas hierbas
8322 Operadores de maquinaria forestal móvil
9511 Peones agrícolas (excepto en huertas, invernaderos, viveros y jardines)
9512 Peones agrícolas en huertas, invernaderos, viveros y jardines
9520 Peones ganaderos
9530 Peones agropecuarios
9543 Peones forestales y de la caza

Grupo de riesgo

Infección

El virus causa la fiebre hemorrágica de Crimea-Congo (FHCC).

El período de incubación suele ser menor de una semana (entre 1 y 9 días) y depende la vía de exposición y de la dosis del virus. Parece ser más corto en caso de picadura de garrapata (de 1 a 3 días) y más largo tras exposición a sangre o tejidos infectados (de 5 a 6 días).

Los síntomas comienzan de manera abrupta e incluyen fiebre, dolor de cabeza, mialgia, mareos, rigidez en el cuello, dolor de espalda, ojos rojos y fotofobia. Esto puede ir acompañado de dolor de garganta, dolor abdominal, náuseas, vómitos y diarrea. También cambios en el estado de ánimo, la percepción sensorial, agitación, agresividad, somnolencia, hepatomegalia y esplenomegalia. Esta etapa dura entre 2 y 4 días. Los pacientes pueden recuperarse tras este cuadro clínico o progresar a un síndrome hemorrágico de gravedad variable.

La etapa hemorrágica se desarrolla repentinamente y suele ser breve (2 a 3 días) aunque puede prolongarse hasta dos semanas. Las manifestaciones incluyen petequias, epistaxis, melenas, hematemesis, hematuria y hemoptisis. En casos graves progresa rápidamente a una coagulación intravascular diseminada, hemorragias evidentes, insuficiencia renal, hepática o pulmonar y shock. Si es mortal, la muerte ocurre generalmente en la segunda semana de la enfermedad. Los pacientes que se recuperan comienzan a mejorar aproximadamente a los 9 o 10 días desde el inicio de la enfermedad (12).

La tasa de mortalidad puede llegar al 40 % (7). Existe una relación positiva entre la carga viral y la gravedad de la enfermedad: se ha establecido que cargas virales superiores a 10⁹ copias de ARN/mL indican un riesgo elevado de mortalidad (4).

Efectos alérgicos (Ver Anexo II RD 664/1997 ) / (Ver Allergen )

No se han descrito.

Efectos tóxicos (Ver Anexo II RD 664/1997 )

No se han descrito.

Efectos cancerígenos (Ver International Agency for Research On Cancer - IARC )

No se han descrito.

Efectos en la maternidad

La transmisión del virus puede ser tanto intrauterina como perinatal (6).
Las infecciones adquiridas tempranamente en la gestación tienen mal pronóstico para el feto (9). La FHCC parece estar asociada con una enfermedad más grave durante el embarazo (34 % de mortalidad materna) y una alta tasa de pérdida fetal/neonatal (casi el 60 % de los casos). En la mayoría de los casos esto se debe a abortos espontáneos tempranos en el embarazo o a la muerte de la madre (15).

Enfermedad

Tabla de enfermedades según la Clasificación Internacional de Enfermedades (CIE)
CIE-10 Nombre Enfermedad de Declaración Obligatoria
A98.0 Fiebre hemorrágica de Crimea-Congo

Desinfectantes

Según los estudios disponibles, se inactiva fácilmente con glutaraldehído al 2 %, hipoclorito de sodio al 1 % durante 10 minutos, formaldehído y paraformaldehído, peróxido de hidrógeno y ácido peracético. No obstante, estos estudios no fijan los tiempos de contacto necesarios para la inactivación con algunos de los desinfectantes (1) (17).

Se ha demostrado eficaz la inactivación con etanol al menos al 20 % durante dos minutos (11).

Inactivación física

Se inactiva a alta temperatura (56 ºC durante 30 minutos o 60 ºC durante 15 minutos), luz ultravioleta o pH inferior a 6 (1).

Antimicrobianos

No disponible. La evidencia sobre la eficacia de la ribavirina es limitada.

Vacunación

No disponible.

Medidas preventivas generales

En actividades al aire libre, con posible presencia de garrapatas:

  • Evitar la estación en que están más activas (de primavera al otoño).
  • Evitar las zonas donde se conoce o se sospecha la presencia del vector: áreas boscosas, vegetación tupida, pastos altos, zonas con hojas caídas o hierba alta. Mantenerse, si es posible, en los caminos o zonas despejadas de vegetación. No sentarse en el suelo.
  • Usar ropa que prevenga la exposición de la piel: manga larga, pantalón largo, gorro, ropa holgada con bota o calzado cerrado con calcetín largo que permita meter el pantalón por dentro del calcetín.
  • Usar ropa de color claro que permita detectar fácilmente las garrapatas adheridas.
  • Usar repelentes específicos con Icaridina, citriodiol o piretrinas. Los repelentes utilizados deben estar autorizados por el Ministerio de Sanidad (se puede consultar el listado de repelentes de insectos de uso humano en la web de la Agencia Española de Medicamentos y Productos Sanitarios).
  • Al finalizar la exposición revisar la ropa y la piel en busca de garrapatas. Ducharse y revisar el cuerpo prestando especial atención al cuero cabelludo y los pliegues de la piel (axilas, ingles, orejas, ombligo y detrás de las rodillas).
  • En caso de picadura de garrapata, extraer de forma adecuada, utilizando una pinza específica para sujetar la garrapata lo más cerca posible de la superficie de la piel y evitando tocar la garrapata con las manos desnudas. Tirar con una presión constante sin retorcer, aplastar o dar tirones. No aplicar vaselina, alcohol, aceite, calor o llama. Limpiar la zona de la picadura con un desinfectante o con agua y jabón. Se recomienda guardar la garrapata al menos tres semanas hasta tener seguridad de no haber desarrollado síntomas.
  • Si la picadura da lugar a una reacción grave o si pasados unos días aparecen sarpullidos o síntomas gripales, es recomendable buscar atención médica.
  • Disponer de un botiquín portátil que cuente al menos con pinzas, desinfectantes y guantes.
  • En trabajos donde se manejen animales o sus tejidos en áreas endémicas, además:
  • Procurar eliminar o controlar las infestaciones por garrapatas en los animales y en los establos.
  • Usar guantes y ropa protectora durante la manipulación de los animales o sus tejidos, sobre todo durante la matanza y el despiece.

En trabajos donde exista contacto con personas infectadas:

  • Evitar el contacto físico con los pacientes.
  • Usar guantes y equipos de protección al atender a los enfermos.
  • Siempre se deben seguir unas prácticas adecuadas de higiene: lavado de manos con agua y jabón al comenzar y finalizar la jornada laboral, después de quitarse los guantes y tras el contacto con elementos contaminados.

En todos los casos, además:

  • Evitar la exposición de heridas abiertas, cubriéndolas con apósitos estériles e impermeables.
  • Evitar procedimientos que generen bioaerosoles.

 

Precauciones en centros sanitarios

En el ámbito sanitario se deberán adoptar las precauciones estándar, así como las precauciones de transmisión por contacto y por gota para el manejo de los pacientes mientras duren los síntomas de la enfermedad (19).

EPI

Protección de las manos: doble guante de protección frente a microorganismos o un par si incluye protección frente a virus. Deberán ser EPI de categoría III (véase la NTP 1143) (21).

Ropa de protección frente agentes biológicos: preferiblemente de cuerpo completo o bata desechable de manga larga con una zona de protección frente a líquidos que cubra la ropa de trabajo hasta los pies o equivalente y, si en función del riesgo se considera necesario, capuz y polainas y delantal con una zona de protección frente a líquidos. Deberán ser EPI de categoría III.

Protección ocular o facial:

  • Gafa de protección de montura universal en caso de riesgo de contacto accidental mano / guante contaminado con ojo.
  • Pantalla de protección facial (símbolo de marcado en montura: 3) en caso de riesgo de exposición a salpicaduras.
  • Gafa de protección de montura integral (símbolo de marcado: 4) en caso de riesgo de exposición a chorros, salpicaduras y gotas de líquidos.
  • Gafa de protección de montura integral (símbolo de marcado: 5) en caso de riesgo de exposición a partículas finas, pulverizados y bioaerosoles.

Protección respiratoria:

  • En procedimientos o técnicas que generen bioaerosoles (por ejemplo, aspiración del tracto respiratorio, intubación o broncoscopia) la protección mínima recomendable es mascarilla autofiltrante FFP2 o mascarilla con filtro P2, preferiblemente mascarilla autofiltrante FFP3 o mascarilla con filtro P3, o equipos filtrantes de ventilación asistida o equipos aislantes incorporados en un casco o capuz.
  • En los procedimientos o técnicas que no generen bioaerosoles (por ejemplo, trabajo no propagativo en laboratorios de diagnóstico) se puede utilizar mascarilla quirúrgica con protección frente a salpicaduras (tipo IIR), según UNE-EN 14683 (la mascarilla quirúrgica no está certificada como EPI).

Calzado de trabajo categoría II (impermeable o de cobertura equivalente).

Las personas que trabajan en laboratorio de contención 4 con cabina de seguridad biológica clase II deberán llevar trajes especiales de una sola pieza, a presión positiva y suministro de aire filtrado por filtro absoluto.

 

Seguridad en laboratorio

Nivel de contención: 3/4.

Las muestras más peligrosas son sangre, orina, saliva, heces, secreciones nasofaríngeas y tejidos infectados de animales y de humanos.

Los principales riesgos son la inoculación accidental con material cortante o punzante, el contacto de las mucosas con heces o excretas de animales infectados y la exposición a bioaerosoles infecciosos.

Las muestras clínicas deben ser manejadas, como mínimo, en cabina de seguridad biológica de clase II siguiendo prácticas de nivel 3. Las muestras inactivadas pueden manejarse en un nivel 2.

Se requieren las prácticas y la contención de un nivel 4 cuando se realiza el aislamiento y cultivo del virus y cuando se manipulen animales inoculados. En el nivel 4 de contención todas las actividades con material infeccioso deben llevarse a cabo en una cabina de seguridad biológica de clase II en combinación con trajes especiales de una sola pieza, a presión positiva y suministro de aire filtrado por filtro absoluto, o bien dentro de una cabina de seguridad biológica de clase III. La centrifugación de materiales infectados debe llevarse a cabo en recipientes cerrados colocados en cubetas de seguridad sellados, o en rotores que se descarguen en una cabina de seguridad biológica. La integridad de los trajes de presión positiva y de los elementos de contención del laboratorio de nivel 4 debe ser revisada de forma rutinaria para detectar fugas. El uso de agujas, jeringas y otros objetos cortopunzantes debe ser estrictamente limitado. Del laboratorio no debe salir nada sin descontaminar (18).

  1. Bartolini, B., Gruber, C. E., Koopmans, M., Avšič, T., Bino, S., Christova, I., Grunow, R., Hewson, R., Korukluoglu, G., Lemos, C. M., Mirazimi, A., Papa, A., Sanchez-Seco, M. P., Sauer, A. V., Zeller, H., Nisii, C., Capobianchi, M. R., Ippolito, G., Reusken, C. B., & Di Caro, A. (2019). Laboratory management of Crimean-Congo haemorrhagic fever virus infections: perspectives from two European networks. Euro surveillance: bulletin Europeen sur les maladies transmissibles = European communicable disease bulletin, 24(5), 1800093. DOI : 10.2807/1560-7917.ES.2019.24.5.1800093
  2. Carrera-Faja, L., Cardells, J., Pailler-García, L., Lizana, V., Alfaro-Deval, G., Espunyes, J., Napp, S., & Cabezón, O. (2022). Evidence of prolonged Crimean-Congo Hemorrhagic Fever Virus endemicity by retrospective serosurvey, eastern Spain. Emerging infectious diseases, 28(5), 1031–1034. DOI: 10.3201/eid2805.212335.
  3. Carroll, S. A., Bird, B. H., Rollin, P. E., & Nichol, S. T. (2010). Ancient common ancestry of Crimean-Congo hemorrhagic fever virus. Molecular phylogenetics and evolution, 55(3), 1103–1110. DOI 10.1016/j.ympev.2010.01.006.
  4. Cevik, M. A., Erbay, A., Bodur, H., Eren, S. S., Akinci, E., Sener, K., Ongürü, P., & Kubar, A. (2007). Viral load as a predictor of outcome in Crimean-Congo hemorrhagic fever. Clinical infectious diseases: an official publication of the Infectious Diseases Society of America, 45(7), e96–e100. DOI: 10.1086/521244.
  5. Erbay, A., Cevik, M. A., Onguru, P., Gözel, G., Akinci, E., Kubar, A., & Bodur, H. (2008). Breastfeeding in Crimean-Congo haemorrhagic fever. Scandinavian journal of infectious diseases, 40(2), 186–188. DOI: 10.1080/00365540701649554.
  6. Ergonul, O., Celikbas, A., Yildirim, U., Zenciroglu, A., Erdogan, D., Ziraman, I., Saracoglu, F., Demirel, N., Cakmak, O., & Dokuzoguz, B. (2010). Pregnancy and Crimean-Congo haemorrhagic fever. Clinical microbiology and infection: the official publication of the European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases, 16(6), 647–650. DOI: 10.1111/j.1469-0691.2009.02905.x.
  7. Freitas, N., Legros, V., & Cosset, F. L. (2022). Crimean-Congo hemorrhagic fever: a growing threat to Europe. Comptes rendus biologies, 345(1), 17–36. DOI: 10.5802/crbiol.78.
  8. Garrison A. R., Smith D. R., & Golden J. W. (2019). Animal models for Crimean-Congo Hemorrhagic Fever human disease. Viruses, 11(7):590. DOI: 10.3390/v11070590.
  9. Gozel, M. G., Elaldi, N., Engin, A., Akkar, O. B., Bolat, F., & Celik, C. (2014). Favorable outcomes for both mother and baby are possible in pregnant women with Crimean-Congo hemorrhagic fever disease: a case series and literature review. Gynecologic and obstetric investigation, 77(4), 266–271. DOI: 10.1159/000360699.
  10. Gürbüz, Y., Sencan, I., Oztürk, B., & Tütüncü, E. (2009). A case of nosocomial transmission of Crimean-Congo hemorrhagic fever from patient to patient. International journal of infectious diseases: IJID: official publication of the International Society for Infectious Diseases, 13(3), e105–e107. DOI: 10.1016/j.ijid.2008.08.002.
  11. Hardestam, J., Simon, M., Hedlund, K. O., Vaheri, A., Klingström, J., & Lundkvist, A. (2007). Ex vivo stability of the rodent-borne Hantaan virus in comparison to that of arthropod-borne members of the Bunyaviridae family. Applied and environmental microbiology, 73(8), 2547–2551. DOI: 10.1128/AEM.02869-06.
  12. Hawman, D.W., & Feldmann, H. (2023). Crimean–Congo haemorrhagic fever virus. Nature Reviews microbiology, 21, 463–477. DOI: 10.1038/s41579-023-00871-9.
  13. Naderi, H. R., Sarvghad, M. R., Bojdy, A., Hadizadeh, M. R., Sadeghi, R., & Sheybani, F. (2011). Nosocomial outbreak of Crimean-Congo haemorrhagic fever. Epidemiology and infection, 139(6), 862–866. DOI: 10.1017/S0950268810002001.
  14. Portillo, A., Palomar, A. M., Santibáñez, P., & Oteo, J. A. (2021). Epidemiological aspects of Crimean-Congo Hemorrhagic Fever in Western Europe: what about the future?. Microorganisms, 9(3), 649. DOI: 10.3390/microorganisms9030649.
  15. Pshenichnaya, N.Y. & Nenadskaya, S.A. (2015). Probable Crimean-Congo hemorrhagic fever virus transmission occurred after aerosol-generating medical procedures in Russia: Nosocomial cluster. International journal infectious diseases, 33, 120–122. DOI: 10.1016/j.ijid.2014.12.047.
  16. Shahhosseini, N., Wong, G., Babuadze, G., Camp, J.V., Ergonul, O., Kobinger, G.P., Chinikar, S., & Nowotny, N. (2021). Crimean-Congo Hemorrhagic Fever Virus in Asia, Africa and Europe. Microorganisms, 9(9):1907. DOI: 10.3390/microorganisms9091907.
  17. Smither, S., Phelps, A., Eastaugh, L., Ngugi, S., O'Brien, L., Dutch, A., & Lever, M. S. (2016). Effectiveness of four disinfectants against Ebola Virus on different materials. Viruses, 8(7), 185. DOI: 10.3390/v8070185.
  18. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). (2020). Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories. 6th edition.
  19. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). 2007 Guideline for isolation precautions: preventing transmission of infectious agents in healthcare settings. Actualizado en 2023.
  20. Centro Nacional de Epidemiología. Instituto de Salud Carlos III. Informe epidemiológico sobre la situación de la fiebre hemorrágica de Crimea-Congo en España. Años 2016 a 2022.
  21. Instituto Nacional de Seguridad y Salud en el Trabajo (INSST). (2020). Nota Técnica de Prevención (NTP) 1143: Guantes de protección contra microorganismos.